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摘要

由于抗生素对生物膜保护病原体的无效作用，生物材料表面形成的生物膜可引起严重的传染病。一方面，防止生物膜的形成是生物材料发展的关键问题。另一方面，生物材料需要生物相容性。为了在不影响生物材料原有特性的前提下实现这两个目标，我们提出了金属纳米颗粒(NP)-分散烷基烷氧基硅烷(AAS)涂层。在这里，我们选择了镍、钼和钨，不锈钢和其他合金的生物材料成分，作为潜在的金属，可以调节生物膜的形成，而不伤害人类健康。据我们所知，这是第一份描述钨对生物膜形成影响的报告。我们使用开放式实验室生物膜反应器进行了生物膜形成测试，该生物膜反应器利用自来水和实验室空气中的环境细菌，我们还对人类单核细胞来源的U937细胞系进行了细胞毒性测试。与单独的AAS聚合物相比，镍np分散AAS聚合物对生物膜的形成具有抑制活性，而钨和钼np分散AAS聚合物促进生物膜的形成。钨的作用呈剂量依赖性。在较低的金属浓度(0.1 mol%)下，np分散的AAS聚合物不影响细胞存活。 These results showed that for nickel, molybdenum, and tungsten, the NP-dispersed AAS polymers exhibited biosafety and that the nickel NP-dispersed AAS polymer is suitable for inhibiting biofilm formation. To determine whether molybdenum (or tungsten) NP-dispersed AAS polymer is suitable for biomaterial application, further evaluation in an environment that mimics the human body with clinically relevant pathogens is necessary.

关键字

生物膜，细胞毒性，钼，钨，镍，硅烷基聚合物

简介

当侵入性医疗设备(如导管或人工骨)被插入或移植到患者体内时，细菌污染有时会导致严重的传染病。例如，在美国，每年有10-30%的膀胱导尿管患者遭受感染。抗生素和杀菌剂用于治疗抑制细菌生长;然而，它们对生物膜几乎无效，因此在医学领域[2]出现了严重的问题。

生物膜被定义为聚集的微生物和微生物[3]产生的细胞外聚合底物(EPSs)的建筑综合体。生物膜的形成可分为四个过程:调理成膜、细菌不可逆附着、细菌生长和分泌EPSs、扩散(https://www.cs.montana.edu/webworks/projects/stevesbook/index.html)。调理膜的形成是生物膜形成的初始状态，增强了细菌在材料表面的附着。细菌通常以浮游或附着状态存在，后者与生物膜的形成最为相关。当细菌不可逆地附着在材料表面时，它们的新陈代谢会发生变化，变得更适合一个聚集的群落。然后，细菌增殖并分泌EPSs，形成成熟的生物膜。形成生物膜的一些细菌种群可以从生物膜上分离、分散和游动，偶尔还能找到其他可以附着和生长的环境。

一般来说，具有生物膜表型的细菌对抗生素的敏感性是浮游生物[4]的10 ~ 1000倍。生物膜基质是导致抗生素耐药的关键因素。生物膜基质不仅能与某些抗生素直接相互作用，还能延缓抗生素的引入。因此，生物膜的形成往往会引起严重和/或慢性传染病。为了抑制生物材料表面生物膜的形成，我们提出了一种金属纳米颗粒(NP)分散硅烷基聚合物涂层技术。

硅烷基聚合物通常被称为有机聚硅氧烷，由一个硅氧烷键作为主骨架，有机基团作为侧链组成。在之前的研究中，我们研究了一种烷基氧基硅烷(AAS)聚合物，它由一个硅氧烷键作为主链，烷氧基和部分甲基/乙基作为侧链[5]组成。这种聚合物比硅酮更具粘性和化学稳定性，具有介于硅酮和硅酸盐之间的温和弹性;这可能是由于侧链的随机位置创造了填充金属NPs的自由体积(图1)。当金属np分散的AAS聚合物浸入水环境中时，填充的金属NPs逐渐从现场泄漏。因此，该聚合物具有一些优点:金属NPs的作用比裸金属NPs持续的时间更长，同时也可以抑制其细胞毒性作用。当我们在SUS304不锈钢浸入海水前涂上银(Ag) NP-或铜NP-分散的AAS聚合物时，在冷却水管模型[6]下，与对照样品(AAS涂层SUS304)相比，生物膜的形成明显减少。我们发现Ag NP-和铜NP-分散的AAS聚合物涂层都能有效地抑制生物膜的形成。

图1。假定AAS聚合物结构。黄圈代表硅，红圈代表碳，蓝圈代表氧，黑圈代表氢。

在本研究中，我们研究了几种金属np分散的AAS聚合物的抗菌和细胞毒性作用。我们选择Ag、钼(Mo)、钨(W)和镍(Ni)作为金属NPs。Mo, W和Ni被认为是用于生物材料的合金成分，因此我们测试了这些金属可能具有生物相容性的假设。我们使用Ag NPs作为阳性对照，抑制生物膜的形成。

材料与方法

金属NP涂层

钠石灰玻璃被切割成1厘米× 1厘米(1毫米厚)，用作基板。Ag、Mo、W和Ni NPs购自Sigma-Aldrich (St. Louis, Mo, USA)。NPs的分散浓度为0.1 mol% (W为0.1和1 mol%)。小川所描述的涂覆程序等．使用了[6]。两种低聚物，渗透(MW 360, D & D公司，Yokkaichi, Japan)和KBM-603 (MW 222, Shin-Etsu化学公司，Tokyo, Japan)，使用搅拌器(toyoobo, Osaka, Japan)在注入氮气的250 ml聚丙烯瓶中混合30分钟。在混合低聚物的同时分散金属NPs。混合后，调整后的涂层溶液通过110号尼龙网过滤(NBC Meshtec Inc.，日野，日本)，然后喷在每个玻璃表面。涂膜玻璃在20°C下孵育7天，使涂层凝固。

生物膜的形成

生物膜的形成使用我们的室内实验室生物膜反应器(LBR)。LBR主要由柱、水瓶、泵、风扇四部分组成(图2)。涂覆样品通过丙烯酸连接销固定在丙烯酸板上，涂覆面在上方。亚克力板插入亚克力柱，通过氯乙烯管连接。氯乙烯管的一边连接着橡胶软管，软管连接着装有两层孔板的t型氯乙烯管，另一边连接着一个水瓶。在t形氯乙烯管和水瓶之间放置一个风扇，风从风扇吹向水瓶中的水，从而有效地将空气微生物捕获到水中。自来水(1l)在LBR中以6l /min的速度循环，25°C保存5天。每天向LBR中添加0.2 L的新鲜自来水。

图2。开放式实验室生物膜反应器。实验室生物膜反应器的外形如图(a)和插图(b)所示:放置样品(5)的柱(1);风扇(2);水瓶(3);和泵(4)。蓝色箭头表示水流方向。

生物膜固定

在LBR中孵育5天后，每个样品从柱中弹出，按以下步骤冷冻干燥:(1)每个样品在25°C的30%乙醇溶液中浸泡15分钟;(2)每15 min依次转入50%、60%、70%、80%、90%、95%、98%、99.5%乙醇中;(3)脱水后的样品在乙醇-丁醇(7:3)溶液中25℃保存15 min;(4)每15 min依次转入5:5、3:7乙醇-丁醇溶液中;(5)每个样品用丁醇浸泡，10℃保存一夜;最后(6)将冷冻的样品转移到干燥器中，置于真空下，直到冷冻的t丁醇完全消失。

拉曼光谱分析

采用激光拉曼光谱(NRS-3100;JASCO公司，东京，日本)。在每个样品中随机选取5个点(中心附近和四角附近)，用附带的显微镜在100倍星等下观察，并用激光照射，在约649 cm处测量拉曼反射⁻¹(500 - 4000厘米⁻¹) 10秒。这个过程重复了三次，数据被合并。我们证实了来自同一样品的所有拉曼峰在波数上是相似的，并且每个峰的相对强度的趋势具有可比性。

生物膜形成的定量分析

拉曼光谱分析结束后，每个样品在0.1%结晶紫溶液中25°C浸泡30分钟。处理过的样品用自来水清洗，以去除表面非特异性吸收的染料。在擦拭纸上晾干10分钟后，将Scotch®修补胶带(3M Japan, Tokyo, Japan)粘贴到聚合物涂层的一侧。30分钟后，胶带被取下，贴在一个玻璃载玻片上。用显色仪(CR-13;柯尼卡美能达公司，东京，日本)从胶带贴玻璃的对面。使用白纸进行校准。测量数据用L*a*b*色系表示:L*表示明度(标定值为100);A *，红绿坐标(标定值为零);b*，黄色/蓝色坐标(校准器值为零)。 If the color is violet, a* assumes a positive value and b* a negative value. First, we calculated为x轴值，(100 - L*)为y轴值。最后，我们比较了向量的值，也就是说,推断生物膜形成的程度。

细胞毒性试验

人单核细胞前体细胞U937系由爱媛县保健科学大学田内英和教授捐赠。U937细胞在RPMI 1640培养基(Nissui Pharmaceutical, Tokyo, Japan)中培养，其中含有0.1 M HEPES缓冲液、0.2%碳酸氢钠溶液、5 mM谷氨酰胺和5%胎牛血清。当U937细胞融合度达到80 ~ 90%时，以2 ~ 4 × 10的倍率将其转移到新鲜培养基中⁵细胞/毫升每3天。我们使用U937细胞培养2天(40-50%融合)进行细胞毒性试验。首先，涂覆样品在70%乙醇溶液中灭菌一夜，然后用培养基冲洗。接下来，将样品转移到12孔板(Sumitomo Bakelite, Tokyo, Japan)， U937细胞以4.11 × 10接种到每孔⁴细胞/mL(培养量为2ml /孔)，在CO中培养₂5% CO培养箱₂和36.5°C。培养46.6小时后，细胞被移液重悬，与0.4%台trypan blue溶液混合(Nacalai Tesque, Kyoto, Japan)，转移到血细胞计(Hirschmann Laborgeräte GmbH & Co, Eberstadt, Germany)，在相对比显微镜(Carl Zeiss, Oberkochen, Germany)下计数存活细胞和死亡细胞的数量。

结果与讨论

结晶紫染色

我们用结晶紫染色法比较了Ag、Ni、Mo和W np分散的AAS聚合物的生物膜形成量。为了精确量化生物膜，我们测量了转移到Scotch上的碎片的颜色和亮度^®用颜色阅读器修补胶带。由于结晶紫色素倾向于非特异性停留在粗糙表面，如金属np分散的AAS涂层(估计粗糙度为0.1-1 μ m)，生物膜不可避免地会被高估。与AAS聚合物涂层相比，Ni、Ag和Mo NPs的分散可以形成类似的生物膜，但W NPs的生物膜根据亮度而变暗。此外，Ni和Ag样品上形成的生物膜比AAS上形成的生物膜更暗，Mo和W样品上形成的生物膜比AAS上形成的生物膜颜色更深(图3)。表1为LBR处理后所有样品的颜色和亮度数据。将颜色和亮度的结果进行整合，并将向量的值按升序排列，得到Ni < Ag < AAS < Mo < W (0.1 mol%) < W (1 mol%)。

图3。金属np分散AAS聚合物表面形成生物膜的颜色和亮度比较。

表1。lbr处理样品的颜色和亮度比较

样本	一个*	b *		100 - l *
原子吸收光谱法	0.3	−1.0	1.03	25.2	25.2
倪	0.3	−0.3	0.45	25.0	25.0
Ag)	0.2	−0.5	0.53	25.1	25.1
莫	0.3	−1.7	1.76	25.3	25.4
W 0.1 mol%	0.8	−2.9	3.01	26.4	26.6
W 1 mol%	1．2	−3.7	3.91	27.8	28.0

拉曼光谱分析证实生物膜的形成

我们通过拉曼光谱来确定样品表面的沉积物是否为生物膜。拉曼光谱分析已应用于检测EPSs衍生的有机化学键，如蛋白质的C=O键和C- n键，核酸的核糖环和脂类的C-C键。我们检查了在LBR中处理过的每个样品的点上积累的碎片，并用显微镜对其进行拉曼光谱分析。图4a和图4b分别为lbr处理对照组和lbr处理样品的分析斑点图像。在lbr处理的对照组中，Ag表面是平坦的，而其他的(AAS, Mo, Ni和W)表面是粗糙的(图4a)。在lbr处理的样品中，Ag的表面部分被棒状碎片覆盖，这些碎片可能是微生物。其他表面(AAS, Mo, Ni和W)看起来比lbr未经处理的表面更不均匀，它们充满了渗透性碎片，这可能是eps。

图4。金属np分散AAS聚合物的拉曼光谱分析。在每个面板中，光学显微图像显示了LBR处理前(a)和处理后(b)。绿色位置表示激光烧蚀的位置。(c)黑色和红色线分别表示lbr未处理的对照(或“之前”)和lbr处理的样品(或“之后”)的拉曼峰。

图4c总结了拉曼位移。对于W样品，显示了1mol %样品的数据。无论样品是否在LBR中进行处理，在998-1001 cm处所有样品都检测到几个特定的峰⁻¹(强峰)，1021-1029厘米⁻¹(弱峰)，1582-1595厘米⁻¹(弱峰)，2904-2911厘米⁻¹(强峰)，2965-2969厘米⁻¹(中峰)和3051-3052厘米⁻¹(强峰)。998-1001厘米⁻¹峰和1021-1029厘米⁻¹峰被分配到硅烷涂层主体结构的Si-O键上[7-9]。1582 - 1592厘米⁻¹峰被归为硅烷涂层苯基的芳香族C-C拉伸。以下三个峰:2904-2911厘米⁻¹， 2965-2969厘米⁻¹、3051-3052 cm⁻¹均归因于硅烷基涂层[6]。我们认为AAS涂层(998-1001,2904-2911和3051-3052 cm)产生了三个常见的强拉曼峰⁻¹)可以用来量化生物膜的形成，我们计算了样品在LBR处理前后的相对强度之比。不幸的是，我们未能使用这些数据量化生物膜的形成，因为这三个常见拉曼峰之间的相对强度比率没有相关性。因此，我们使用结晶紫染色来量化生物膜的形成，而拉曼光谱数据用于生物膜的鉴定。lbr处理的Mo样品和lbr处理的W样品在1112 ~ 1117 cm处检测到一个小峰⁻¹，它来源于硅烷涂层的Si-O键的主要结构[9]。在lbr处理的样品中检测到其他几个拉曼峰。

在lbr处理的AAS样品中检测到如下几个峰:强脂质分配峰(在1151 cm处⁻¹与C-C伸缩振动有关，1289 cm⁻¹与-CH有关_3.剪切和扭转振动，和1438厘米⁻¹与-CH有关₂剪切和扭转振动)[10]，一些蛋白分配峰(647 cm⁻¹峰与C-S拉伸有关，H和1684-cm⁻¹与肽键的C=O伸缩振动相关的峰)[11]，以及其他与多糖或脂类有关的峰(620 cm)⁻¹718-724厘米⁻¹与C-H摆动振动相关的峰)[12]和环羰基化合物(1834 cm⁻¹C=O失相拉伸振动相关峰值)[12]。此外，在1986 cm处检测到几个累积的双键烯烃化合物⁻¹2021-2092厘米⁻¹C=C=CH₂失相拉伸和-N=C=S失相拉伸分别)[12]。

图5。金属np分散AAS聚合物的细胞毒性。U937细胞用或不用金属np分散AAS聚合物培养(c表示不使用金属np分散AAS聚合物的对照培养条件)。活力计算公式为:(活力细胞密度)/(总细胞密度)*100。

对于lbr处理的钼样品，检测到几个脂质分配峰(在1101-1202 cm处)⁻¹与C-C拉伸振动和扭转振动有关，1441 cm⁻¹与-CH有关₂剪扭振动)。在1624 cm处检测到两个蛋白质指定峰⁻¹1677厘米⁻¹与肽键的C=O伸缩振动有关。在1320-1360厘米处⁻¹，复峰为-CH的混合物_3.剪切和扭转振动(归属于脂质)和色氨酸(归属于氨基酸或蛋白质的一部分)[10]。在1794 cm处检测到γ-内酯指定峰⁻¹(与C=O拉伸有关)。此外，在896 cm处检测到两个累积双键烯烃化合物⁻¹和1950厘米⁻¹(相关的=CH₂C=C=CH₂失相拉伸，分别)[12]。

对于lbr处理的W样品，检测到几个脂质分配峰(在1289 cm处)⁻¹与-CH有关_3.剪切和扭转振动，在1460厘米⁻¹与-CH有关₂剪切和扭转振动，在3252-3280,3316和3580厘米⁻¹与C-C拉伸振动和扭转振动有关)。在666 cm处检测到两个小的蛋白质指定峰⁻¹747厘米⁻¹分别与C- s与H和C- s与C有关。酰胺A(蛋白质主链的一部分)的指定峰在3366-3280 cm⁻¹．dna衍生的C-O键位于711 cm处⁻¹多糖或脂源CH振荡在892 cm处⁻¹[12]。其他峰与苯的γ-(CCC)有关(在619 cm处)⁻¹)， 2-取代噻吩的半圆拉伸(在619 cm处⁻¹)、三尿酸(在1781厘米处⁻¹)，环C=C拉伸键(在1883 cm处⁻¹), C = C = > CH₂积累双键烯烃化合物的反相拉伸(1979-1986 cm)⁻¹)和—N=C=S累积双键烯烃化合物的失相拉伸(在2073 cm处)⁻¹）.

对于lbr处理的Ni样品，有一个小峰(在1112 cm⁻¹)和一个中等峰(高1356厘米)⁻¹)分配给脂质C-C拉伸振动和-CH₂脂质的剪切振动和扭转振动。在673-755 cm处检测到蛋白相关峰⁻¹(C- s拉伸与H的混合，C- s拉伸与C的混合，CH摆动振动)和3420-3497 cm⁻¹(酰胺A)。其他几个峰的检测如下:1359 cm⁻¹峰值为半圆环形拉伸振动，1801-1840 cm⁻¹峰为C=O同相拉伸R-CO-O-CO-R, 1976-1977 cm⁻¹峰为>C=C=CH₂累积双键烯烃化合物的反相拉伸，2092厘米⁻¹峰为-N=C=S失相拉伸累积双键烯烃化合物，2121 cm⁻¹-OH是磷化合物的拉伸。在这之前都检测到一个独特的尖峰(在620厘米处)⁻¹)及之后(长621厘米⁻¹) LBR。这被认为是来自分散Ni NPs的Ni氧化物(NiO)，因为Larkin报道了各种金属氧化物在200-800 cm处有很强的金属- o -金属基团拉曼带⁻¹[12]。

对于lbr处理的银样品，在1184 cm处检测到几个脂质衍生峰⁻¹(C-C伸展)，在1249和1286厘米⁻¹(ch_3.剪切和扭转振动)，在1462厘米⁻¹(ch₂剪扭振动)。在3457-3702 cm处检测到酰胺A蛋白衍生峰⁻¹．在720 cm处检测多糖或脂类的C-H摆动振动⁻¹．其他峰的分布如下:1355 cm⁻¹峰顶呈半圆环形伸展，长1703厘米⁻¹1738厘米⁻¹到三尿酸，1794厘米⁻¹g-内酯的C=O拉伸，2022 cm⁻¹和2119-2187厘米⁻¹累积双键烯烃化合物的-N=C=S失相拉伸，2267-2271 cm⁻¹到磷化合物的P-H拉伸，2220厘米⁻¹到C≡C拉伸，2240厘米⁻¹到C≡N的拉伸，和2752厘米⁻¹摇滚的泛音。此外，在546 cm处检测到两个属于氧化银的峰⁻¹和567-568 46厘米⁻¹LBR前后。

所有lbr处理的样品均检出EPS成分;因此，它们表面的沉积物被证实为生物膜。将这些样品中检测到的EPS组分进行比较，发现所有样品中均检出脂质，说明生物膜的外畴主要由脂质组成。我们认为，在LBR处理过程中，样品暴露在水流中，可能会分离或闪出生物膜;然而，脂质往往停留在样品的表面，因为它们的疏水特性。在生物膜中还检测到其他一些复杂化合物，如累积双键烯烃化合物和γ-内酯，群体感应相关化合物是生物膜[13]形成的关键因素。

与AAS相比，Ag和Ni同样抑制生物膜的形成，而Mo和W则促进生物膜的形成。一些研究人员报道Ag NPs是有效的抗生物膜剂[6,14-16]，从而支持了本研究的结果。在我们之前的研究中，我们报道了有机Ni化合物共轭AAS促进生物膜[17]的形成。然而，目前的研究结果却截然相反:Ni - np -分散的AAS抑制生物膜的形成。我们认为这些差异是由不同浓度的Ni从AAS聚合物中泄漏造成的。推测有机Ni化合物解缔生成Ni离子和阴离子，并紧紧地保持在AAS聚合物的自由体积中，从而导致低浓度Ni离子从聚合物中泄漏。另一方面，Ni NPs存在于能渗透水的AAS聚合物表面或自由体积中，因此，与共轭在AAS聚合物上的有机Ni化合物相比，从聚合物中泄漏的Ni离子更多。佩兰et al。报道了在中等浓度(100 μ M)下，Ni促进了生物膜的形成大肠杆菌K-12，高Ni浓度(>200 μ M)时，[18]细胞生长受到抑制。这些结果表明，Ni浓度影响细菌增殖和生物膜的形成。在我们目前的研究中，0.1 mol%的分散Ni NPs对应约1 M，拉曼光谱分析表明，Ni NPs的表面部分/全部氧化，因为检测到一个nio衍生的峰(图4c)。Baek和An研究了NiO NPs对三种不同细菌的微生物毒性;他们发现NiO NPs破坏了细菌，NiO NP的溶解率为2-5%[19]。根据这两份报告，我们估计，如果总Ni NPs暴露在水中，Ni离子从Ni np分散的AAS聚合物表面泄漏的数量将达到20-50 mM，这一浓度远高于对生物膜形成有显著影响的浓度(>100倍)。即使只溶解总Ni np -分散AAS聚合物的1%，估计Ni离子浓度为200-500 μ M，这等于足以调节细胞生长的Ni浓度。

Mo - np分散的AAS聚合物促进了生物膜的形成。Mo是微生物、植物和动物的微量元素，有超过50种酶依赖于Mo，催化各种氧化还原反应。在原核生物中，有4个钼酶家族[21]。已知一些环境细菌使用钼，如Rhodopseudomonas palustris[22],固氮菌vinelandii[23]。珀西瓦尔报告说，钼影响生长速度不动杆菌参与饮用水中生物膜形成的sp。在本研究中，使用开放式LBR系统进行了生物膜形成试验，其中使用了来自实验室的自来水和环境细菌。因此，我们假设系统中存在一些利用钼的细菌，它们会积极生长并参与生物膜的形成，这有力地证实了我们的假设。

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我们测试了0.1和1 mol% W np分散的AAS聚合物，它们都以剂量依赖性的方式增强了生物膜的形成。据我们所知，这是第一个报道W NPs对生物膜形成有效的研究。赛义德et al。报道的W NPs抑制了两种不同细菌的细胞生长(金黄色葡萄球菌耐抗生素大肠杆菌)[25]。他们的结果表明W对微生物的生理作用完全相反。我们推断，这是由于使用了不同的细菌种类;我们使用的是环境中的细菌群落，但Syed的团队使用的是特定细菌菌株的纯培养物。W的化学性质与Mo非常相似，在大多数真核和原核生物中，W作为Mo的拮抗剂[21,26]。因此，我们考虑类似的假设，也就是说,一些利用w的细菌存在于LBR系统中，它们生长活跃，参与生物膜的形成。

金属np分散AAS聚合物的细胞毒性测定

U937细胞与各金属np分散AAS聚合物共培养2天。与对照培养条件(85%)相比，AAS聚合物和0.1 mol%的金属np分散AAS聚合物对细胞活力的影响相似或更高;而1 mol% W np分散的AAS聚合物诱导的细胞活力较低(53%)。这些结果表明，AAS聚合物和0.1 mol% Ni、Ag、Mo或W np分散AAS聚合物不会引起急性细胞毒性，进一步提出了W离子量影响细胞功能和高离子浓度W可能对人体细胞有害的可能性。假设W的解离率相同，无论组分浓度如何，1 mol% W样品中泄漏的W离子浓度估计是0.1 mol% W样品泄漏的W离子浓度的10倍。Peuster等．检测了W对三种类型的人类细胞(肺动脉内皮细胞、平滑肌细胞和皮肤成纤维细胞)的细胞毒性，发现W在非常高浓度(0.3 mM)时，使[27]细胞(注意，正常血清中W的浓度约为1 nM)失效。这说明控制W泄漏对防止细胞毒性非常重要，需要优化金属NPs的比例。

结论

我们研究了Ag、Mo、Ni或W np分散AAS聚合物涂层的抑菌效果和细胞毒性。Mo, Ni和W是一些不锈钢如SUS的已知成分。与AAS聚合物涂层相比，含Ni和ag的样品均抑制生物膜的形成，而含Mo和w的样品促进生物膜的形成。W对生物膜形成的影响呈剂量依赖性。当浓度为0.1 mol%时，np分散的AAS聚合物对U937细胞功能无损伤作用，但W样品在浓度为1 mol%时具有毒性。与裸金属NPs相比，金属np分散的AAS聚合物可以延长金属对生物膜形成的影响，因为聚合物内部的水交换速度比正常溶液中慢，从而降低金属NPs的离子解离。然而，为了抑制生物膜的形成，以及防止对宿主细胞的细胞毒性，需要优化分散到聚合物中的金属NPs的浓度。

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