看看最近的文章

抽象的

许多药用植物通常用于它们的抗微生物性质，并且它们已经深入研究了它们的效果。然而，需要一种有效的生物测定，以确定抗微生物化合物与彼此相比的有效性。在这项研究中，抑制了Quorum感测费氏弧菌作为生物发光的减少测试，用于评估六种药用植物的抗菌性质。此外，评价七种不同的精油和六种不同的挥发性化合物对抑制细菌生长和通信的挥发性作用。神圣罗勒提取物是减少发光和细胞群最有效的V.Fischeri.．圣罗勒精油的已知化合物;芳樟醇和丁香酚，被鉴定为强大的抗菌剂，不仅通过它们的直接接触，而且通过它们的挥发效应。通过检测芳樟醇和丁香酚对致病菌的抑菌作用，证实了它们的抑菌作用。色素细菌violaceum和大肠杆菌．所有化合物在剂量依赖性图案中显示出不同程度的细菌生长抑制。该生物发光生物测定是一种新的方法，用于有效筛选药用植物的抗微生物性质。可以扩展生物测定以筛选新的药用植物化合物，评估它们对细菌的直接接触或挥发效应，用于测试一系列天然保健品的抗微生物效率。

关键词

生物发光，细菌疾病，抗菌性质，精油，保健品

缩写

谁 - 世界卫生组织;CFU - 殖民地成型单位;LB - LURIA-BERTANI中型;OD - 光学密度;ANOVA - 方差分析;ATCC - 美国型文化收藏。

介绍

由于抗生素的过度使用和剂量不足，抗生素耐药菌变得越来越普遍。据报道，2014年仅在美国就有超过23000人死于耐药性感染。为了减少[2]普通菌株耐药性的增加，有必要替代传统抗生素。药用植物提取物有可能作为目前合成抗生素的有效替代品，因为它们含有大量的代谢物，细菌不太可能对这些化合物产生耐药性[3-5]。世界卫生组织(WHO)建议使用天然健康产品治疗几种常见感染，以降低细菌中抗生素耐药性增加的风险[6,7]。药用植物及其代谢物，如类黄酮、酚类、生物碱和精油，因其抗菌特性而被广泛记载[8-13]，并普遍用于世界各地的家庭疗法[2]。目前筛选植物及其化合物抗菌特性的方法是劳动密集型、昂贵和物种依赖性的。这些方法也不适合于测试植物挥发物的抑菌作用[14,15]。因此，筛选抗菌药用植物需要一种有效的生物测定方法来确定植物及其化合物的抗菌性能。

法定传感抑制提供了一种有效的方法来测试植物中抗菌性能的效率。法定感测是细菌中的群体依赖机制，其允许表达组行为基因。诸如毒力，抗生素抗性和生物发光等组行为由仅在存在仲裁感测时表达的基因来控制。因此，破坏该信号传导机制可以有效地控制细菌感染，因为减少的细菌通信导致抑制负责毒力和抗生素抗性的基因的表达。通过观察到Quorum感测抑制，可以量化药用植物提取物的抗微生物效率。基于生物发光的方法确定药用植物对峡谷感测的抑制作用可以高效地改善研究实践，最终公共健康。一种非常有前途的替代替代在细菌中观察到群体感应抑制的是通过术语术语V.Fischeri.(16、17)。群体感应的V.Fischeri.可视地观察为生物发光，是组行为基因表达的结果，仅在特定人群密度接受[16]。

V.Fischeri.是革兰阴性，棒状细菌，通过这种依赖性机制生物化。V.Fischeri.达到一定菌落数时集体发光。这种发光反应由荧光素酶催化。如下所示，长链脂肪族醛被氧化，黄素单核苷酸(FMNH2)被还原，生成荧光素(FMN)、醛的氧化形式、水和490 nm[18]下的蓝绿色光形式的多余自由能:

FMNH2 + RCHO + O2 ----> FMN + RCOOH + H2O + light (490 nm)

生物发光强度反映了细菌的整体健康，并介绍了易于血液化的量，这是允许该组基因表达的激素分子[19-21]。人口依赖性生物发光V.Fischeri.由于降低了细菌细胞的生长，因此对抗菌剂敏感，因此有潜力作为筛选抗菌植物的技术[19,22-24]。然而，目前还没有这样的生物测定方法来测试植物及其挥发物的抗菌性能。

在本研究中，我们使用了群体依赖性抑制V.Fischeri.生物发光技术是一种检测和量化药用植物及其化合物抗菌效果的技术。本研究结果表明，该生物测定方法是一种快速、简单、准确的广谱抗菌药用植物测定方法V.Fischeri.群体感应。

材料和方法

菌株

费氏弧菌和大肠杆菌菌株DH5α分离自加拿大Invitrogen公司色素细菌violaceum(ATCC-31523)由香港圭尔夫大学林博士提供。所有菌株均在100 mm × 15 mm的培养皿中Luria-bertani (LB)培养基上培养;Fisher Scientific, Canada)，液体培养基装入125ml Erlenmeyer烧瓶中。而在LB培养基中添加10 g/L的NaClV.Fischeri.[24]。将琼脂（1.5％）加入到LB培养基中进行凝固。

剂制备

V.Fischeri.通过将细菌菌落添加到含有15ml液体LB培养基的无菌烧瓶中来培养;然后将烧瓶在室温下置于振荡器上22小时。由此产生的浓缩V.Fischeri.用2mL无菌Eppendorf管中的LB培养基连续稀释溶液。将来自每种稀释液的一致体积为100μl在三个培养皿中覆盖在LB培养基上，并在室温下温育24小时以获得增长，以实现靶向初始浓度为30-200个菌落形成单元（CFU）。基于视觉计数，获得179个CFU，得到0.01％的细菌培养物的浓度，并用于所有后续实验。

将含有细菌培养物的烧瓶在暗室中以22-25℃的22-25℃下保持在150rpm的振荡器上，直到它们达到峰值发光，如Boynton [24]所述。在相同的培养条件下，将半固体板保持在生长柜中。

植物材料，挥发油和挥发性化合物

孜然干籽粉、肉豆蔻、芫荽和姜黄干根茎粉均从加拿大安大略省的Nofrills™本地采购。新鲜的罗勒叶和艾蒿是从加拿大圭尔夫大学植物农业系温室里种植的植物中收集的。圣罗勒和艾蒿保存下在体外然后移栽至温室中8周后采摘。将圣罗勒叶、艾叶在阳光直射下晒干72 h, 4℃保存。

肉桂挥发油（Cinnamomum verum.），茴香（Pimpinella anisum)、桂皮(Cassia Fistula.),丁香(eugenia caryophyllata.)、绿薄荷(留兰香）， 柠檬 （柑橘利森)及薰衣草(薰衣草花angustifolia)购自美国密歇根州兰辛市的LorAnn™油。

挥发性化合物如芳樟醇、水杨酸甲酯、柠檬醛、丁香酚、薄荷醇和孜然醛均购自加拿大Sigma-Aldrich公司。

植物提取物的制备

将每种植物材料的干粉（0.5克）加入到100ml水中，在75℃下煮沸30分钟，并使用0.22μm过滤器（Fisher Scientific，Ontario）过滤灭菌。在测定中使用提取物的五种稀释液（0,0.1,1,5和10％（v / v）），以评估提取物对生长的抑制作用诉fischeri。

植物提取物疗效评估

Kirby Bauer光盘扩散测定：本实验用于评价植物提取物的抑菌带大小。0.01%的浓度V.Fischeri.在LB板上使用环路均匀地蔓延均匀蔓延。在上面提到的植物提取物中以不同的浓度（0,0.1,1,5和10％）浸渍两种纸质圆盘（10mm），并置于培养皿中的LB培养基上。所有培养物都保持在前面描述的生长条件下，并在24小时后记录抑制区的观察。

液体培养测定：加入500μl每种植物提取物的每种稀释（0，0.1,1,5和10％），以分离含有7ml液体LB培养基的50ml Erlenmeyer烧瓶。用10μl接种烧瓶V.Fischeri.最初通过用V的培养皿刮掉菌落而最初生长的细菌培养物。fischeri文化。将烧瓶放在黑暗中的振动器上，以进一步增长。通过测量光学密度观察细菌生长（OD_600nm.)和使用微孔板阅读器(Synergy H1, BioTek，加拿大)的发光。在细菌长达36小时的生命周期内，每两小时收集一次数据。

不同浓度的植物提取物也被直接添加到细菌的中对数阶段(生长24小时后)，以观察其对处于发光峰值的培养物的效果，这表明最大的群体感应。

试验了不同提取物、圣罗勒、姜黄和艾蒿利用0.1％浓度的每种提取物以各种组合混合萃取物。测试的组合包括圣罗勒和艾蒿，圣罗勒和姜黄，姜黄和艾蒿还有圣罗勒，姜黄和艾蒿一起。将提取物组合加入到液体培养物中V.Fischeri.和OD的观察_600nm.生长24 h后记录其发光情况。

挥发性化合物（丁烯醇和LILLOOL）对细菌生长的抗法力感测效率评估

将两种纸盘（直径为10 mm）放置在上面V.Fischeri.用不同体积的丁香酚和芳樟醇(0.1µL、0.15µL和0.2µL)浸泡培养皿。这些培养皿立即用塑料薄膜密封，以避免挥发性化合物从培养皿中泄漏出来。所有培养皿都保持在上述生长条件下，并在24小时后记录抑菌带的观察结果。

对于使用液体培养基的评估，用0.01％的0.01％接种含有7ml LB培养基的Erlenmeyer烧瓶诉fischeri。将插入尖端中的棉塞（200μL，DiaMed，Ontario，加拿大）置于每个Erlenmeyer瓶中，然后通过高压灭菌在121℃下进行20分钟灭菌。将不同的体积（0,10μl，50μl和100μl）的丁香酚和李纳洛（Sigma-Aldrich，加拿大）加入到塑料液管内的棉塞中，使棉塞在移液管尖端内吸收挥发性化合物没有直接加入挥发性化合物以细菌培养物。立即用parafilm密封烧瓶，以避免挥发性化合物将挥发性化合物分散到外部大气中。通过测量OD观察细菌生长_600nm.每4小时发光，24小时。从每个治疗中的每一个烧瓶中收集三个样品，并在样品收集后丢弃烧瓶。

挥发油及挥发物对细菌生长的影响

共七种精油，包括肉桂(Cinnamomum verum.），茴香（Pimpinella anisum)、桂皮(Cassia Fistula.),丁香(eugenia caryophyllata.)、绿薄荷(留兰香）， 柠檬 （柑橘利森)及薰衣草(薰衣草花angustifolia)和六种液体挥发性化合物(芳樟醇、水杨酸甲酯、柠檬醛、丁香酚、薄荷醇和孜然醛)(Sigma-Aldrich，加拿大)被选择来评估它们对细菌生长的抑制作用[25]。实验采用先前描述的芳樟醇和丁香酚的方法进行。对照处理不含挥发油和挥发油。分别用100µL的精油和挥发油检测其对细菌生长的抑制作用，并在处理后12和24 h进行观察。

用Linalool和丁烯醇处理C. violaceum和大肠杆菌

c . violaceum(ATCC-31523)是一种群体感应细菌，由于细菌细胞与细胞之间的通讯而释放紫色色素[26,27]。考察了丁香酚和芳樟醇的抑菌作用c . violaceum，使用Kirby Bauer椎间盘测定和挥发性化合物测定，而不如上所述直接接触。还测试了Linalool的抗菌作用大肠杆菌以之前描述的方式。

Linalool对中日期阶段V.Fischeri培养的影响

V.Fischeri.在没有任何处理的对照培养基中，在液体LB培养基中生长细菌培养物18小时。将Linalool浸泡的棉塞放在塑料移液管内部，然后将其置于含有7ml预生液体的Erlenmeyer烧瓶中V.Fischeri.细菌培养。

成像和显微镜

在完全黑暗的条件下使用炮弹相机采用细菌板的图像。李纳尔治疗和未处理的细菌培养物在治疗22小时后进行显微镜检查。将细胞固定在0.45μmCacocylate缓冲液（pH7.3）中的2％戊酰醛（pH7.3）中，用0.45μccacocylate缓冲液洗涤，用1％锇氧化物后1小时洗涤，用Cacocylylate缓冲液洗涤。将样品用乙醇，临界点干燥和溅射用金钯进行脱水。最后，用扫描电子显微镜Hitachi S-570（日立高科技，日本日本）检查样品。

统计分析

每次治疗两次重复两次实验两次，每次治疗三次独立的生物学和三种技术复制。使用JMP 10.0（SAS Institute，Cary，NC）和ANOVA进行分析所有数据，以确定模型的重要性，然后使用学生的T检验比较，II型错误率为0.05。数据呈现为平均直/减少三次复制三种复制的三种复制的平均值的标准误差。

结果

药用植物提取物对细菌生长的影响

在Kirby Bauer纸片扩散试验中，细菌培养物在浸过圣罗勒的纸片周围有20 - 22mm的抑制区。艾蒿和姜黄提取物，围绕粗罗勒提取物浸泡的盘周围存在最大的抑制区（图1a1和1a2）。在22小时后观察到平板，显然，随着量的量较高，抑制区增加（数据未显示）。

液体培养检测结果显示，经圣罗勒提取物处理的细菌的发光读数明显较低，其次是艾蒿与其他提取物相比，经圣罗勒提取物处理的细菌的发光率降低了50%(数据未显示)。如图1B所示，与对照相比，不同浓度的圣罗勒处理的培养物OD和发光值最小。同样，用不同浓度的艾蒿姜黄显著降低了OD值和发光值(数据未显示)。生长20 h后，1%或更高浓度的圣罗勒提取物显著降低了紫苏的发光强度和OD值V.Fischeri.与对照相比的文化。然而，与对照相比，0.1％的最低浓度在抑制细菌生长和发光方面不有效。与对照相比，在20H的生长后降低了含有Holy Baril提取物的细菌培养物的生物发光（67％）。32小时后，生物发光减少了90％以上。

图1所示。与在生长期22小时后的对照（A2）相比，抑制抑制区在10％圣罗勒含水提取物（A2）上观察到。不同浓度的神圣罗勒提取物（0,0.1,1.0,5.0％和10.0％）的影响V.Fischeri.增长（OD.₆₀₀(B)。圣罗勒(HB)、蒿(Art)和姜黄(Tu)可能组合在最低浓度(0.1%)下对紫苏(C1)和发光(C2)的影响V.Fischeri.超过24小时。条形图代表三次重复的平均值加上和减去平均值的标准误差

表1．不同植物水浸提物(5%)对紫菀生物发光的影响V.Fischeri.和22 h后记录的发光情况。数据代表三次重复的平均值，在同一列中，不同的字母表示处理之间的显著差异，使用学生t检验，P<0.05

植物提取物	平均 发光（lum）
肉豆蔻	704883.4.b
香菜	699523.5b
孜然	697174.9b
姜黄	507168.2.ab
艾蒿	499782.9ab
圣罗勒	472644.2ab

由最低浓度(0.1%)的圣罗勒、姜黄和艾蒿与整个生长期的其他组合相比是一种有效的抗菌剂（图1C1和1C2）。虽然治疗和控制之间的OD没有显着差异，但在细菌用圣罗勒，姜黄和姜黄的组合治疗时，发光也大大降低了艾蒿；与对照相比，24 h后的发光减少了近90%。

罗勒挥发物对细菌生长的影响

细菌培养显示在浸过芳樟醇和丁香酚的纸圆盘周围有抑制区(数据未显示)。在最低浓度芳樟醇浸泡的圆盘周围观察到更大的抑制区(图2C1-2C3)。结果表明，在没有直接接触的情况下，丁香酚和芳樟醇显著降低了紫外光的发光和生长V.Fischeri.在所有浓度(10、50、100µL)下，与对照组进行比较(图2A和2B)。芳樟醇比丁香酚更有效的抗菌化合物,抑制约50%更发光16 h和37%左右在高峰发光(24小时),24小时后,芳樟醇的抗菌波动效应降低了发光细菌培养的95%而不是发光的控制。丁香酚降低了紫外光的发光V.Fischeri.与对照相比50％。

图2。各种浓度（0,110,50,100μl）挥发性化合物，丁烯醇和烯加热器对光密度（a）和发光（b）的影响V.Fischeri.24小时。与对照（C3）相比（C3）相比，在0.1μL（C1）和0.2μL（C2）的液体中浸泡在0.1μL（C1）和0.2μL（C2）的椎间盘周围的生长后观察到的抑制区。条形图代表三次重复的平均值加上和减去平均值的标准误差

各种植物挥发性化合物对细菌生长的挥发效应

挥发性化合物和挥发油的测试显着降低了发光和浓度V.Fischeri.通过它们在整个生长过程中的挥发性作用(不与细菌直接接触)(图3A1)。芳樟醇、柠檬醛和柠檬是最有效的抑制挥发油和挥发性化合物。与对照相比，柠檬醛降低了样品的发光率V.Fischeri.接近85%，表明在柠檬醛存在的情况下，存在非常小的群体感应。与对照相比，柠檬精油的发光率降低了80%(图3A2)。总的来说，挥发性化合物有效地抑制了细菌培养物的发光和生长。

LINALOOL和丁香酚对C. violaceum的挥发性处理

为了研究芳樟醇和丁香酚是否对致病菌有抑制作用，c . violaceum是使用。这两种化合物在不直接接触的情况下都能抑制细菌生长(图3B1-3B3)。用浸过芳樟醇和丁香酚的纸圆盘处理过的细菌划线板上生长有限(图3B4-3B6)。平均OD_600nm.芳樟醇(0.046)和丁香酚(0.615)均显著低于OD值_600nm.治疗24小时后对照（0.815）。与对照相比，在用丁醇处理的培养物中观察到紫罗兰色色素沉着水平大得多，并且在Linalool处理中没有观察到颜料。

芳樟醇对大肠杆菌挥发性的影响

LINALOOL抑制的挥发效应大肠杆菌生长，表明LILLOOL是一种以上一种抗菌剂，可用于多种类型的细菌。治疗18小时后，OD的OD大肠杆菌100µL芳樟醇处理的细菌的生长下降到0.1，而对照的OD值为0.5，说明生长下降了80%。减少66%以上大肠杆菌与对照相比，10µL芳樟醇处理18 h后观察到生长情况(图3C)。这些结果表明芳樟醇具有明显的抑制作用大肠杆菌增长,而接触。

Linalool对中数阶段V.Fischeri细菌的挥发效应

没有接触的LILLOOL显着抑制了发光V.Fischeri.经4 h处理后，100µL的芳樟醇对大肠杆菌的发光抑制率达95%以上V.Fischeri.与控制相比（图4）。显而易见的是，即使具有大的细胞群，Linalool仍然存在Quorum淬火效果而没有直接接触。

图3。7种香精油(Cinnamomum verum.，Pimpinella Anisum，Cassia Fistula，eugenia caryophyllata.，留兰香，柑橘利森和薰衣草花angustifolia）在24小时后，使用100μL每种挥发性化合物（Linalool，Salicyl，Cartral，柠檬醛，薄荷醇，薄荷醇和茴香醛）。丁醇（B2）和LINALOOL（B3）对抑制群体感应的挥发性作用色素细菌violaceum与使用50μL的对照（B1）相比培养。Kirby Bauer光盘测定色素细菌violaceum丁香酚(B5)和芳樟醇(B6)处理22 h后，挥发性化合物(50µL)的生长速度与对照(B4)相比非常有限。不同浓度(0、10、50、100µL)芳樟醇对紫穗槐生长的影响大肠杆菌在9和18 h处理后(C)。条形代表三次重复的平均值加上和减去平均值的标准误差。不同字母的条在a处有显著不同p- 价值0.05。

图4。Linalool（100μl）完全成长的挥发性效应V.Fischeri.与对照组相比，在16小时内没有接触细菌。条形图代表三次重复的平均值加上和减去平均值的标准误差

扫描电镜显微术

扫描电镜照片V.Fischeri.10µL芳樟醇处理细菌22 h后，与未处理细菌相比，细菌细胞伸长、畸形、无法分裂(图5A和5B)。显微生长评估显示，与对照培养物相比，在没有接触的情况下，芳樟醇处理的培养物中的细菌细胞数量减少(图5C和5D)。

图5。SEM图像V.Fischeri.-未经处理(A & B)和处理芳樟醇50 μ M (C & D)在液体细菌培养中不直接接触

讨论

大量研究证实了药用植物的抗菌作用[9,10]。药用植物及其代谢物可以作为传统抗生素的替代品，特别是在当前抗生素耐药性上升的情况下。然而，鉴别和比较抗菌植物及其化合物的药效是一项繁琐、耗时的工作，需要大量的资源[10,14]。

在这项研究中，减少了V.Fischeri.生物发光法和浓度法对抗菌植物提取物及其化合物的反应是筛选抗菌药用植物及其化合物的有效方法。

使用这种新的生物测定方法来减少V.Fischeri.浓度(通过测量OD值来观察_600nm.)和生物发光(由于群体感应抑制的结果)，我们成功地测试了几种植物提取物及其挥发性化合物的抗菌性能。在测试的植物提取物中，圣罗勒是最有效的反聚量感应处理，因为有最大的抑制V.Fischeri.生物发光和降OD(表1，图1B)。数量的减少V.Fischeri.在含有圣罗勒的培养皿中菌落(图1A1和1A2)证实了圣罗勒抗菌性能的有效性V.Fischeri.．

来进一步验证我们的小说V.Fischeri.生物发光生物测定并确认圣罗勒的抗菌性质，我们使用标准的柯比鲍尔盘扩散测定。Bioassays的结果（V.Fischeri.生物发光生物测定和柯比鲍尔盘扩散测定值（图1）;两者都表明了神圣罗勒抗菌性能的有效性。然而，目前生物测定在Kirby Bauer盘扩散测定上的主要优点是其能够确定植物的抗菌性能而不需要直接接触植物材料。

其他一些研究也报道过圣罗勒作为一种抗菌剂[28-33]，但目前的研究是第一个通过抑制群体感应来证实圣罗勒的抗菌特性V.Fischeri.．群体感应允许群体行为，如毒性和干扰这一机制将是治疗这种感染[23]的最优方法。

通常，许多药用植物是芳香的，它们的精油组成已被广泛表征[34,35]。有多种研究支持挥发性化合物有许多用途，例如芳香疗法或植物的空气传播和防御机制[35-39]。但是，没有研究植物挥发性化合物使用的抗菌作用V.Fischeri.群体感应抑制已经进行。我们测试的波动效应,即两个主要的神圣罗勒精油,芳樟醇,丁香酚,发现这两种化合物能够干扰细菌的群体感应没有直接接触,在图中以显著降低发光,即使在非常低的浓度(图2)。

由特定菌株产生的挥发性有机化合物(荧光假单胞菌和Serratia plymuthica)通过减少自诱导剂的数量来抑制群体感应，自诱导剂负责介导细菌通讯[40]。这表明，在同一菌株中，挥发性有机化合物和自诱导剂分子具有很强的负相互作用，因为挥发性化合物显著抑制了合成自诱导剂[40]的基因的转录。因此，植物挥发性化合物，如丁香酚和芳樟醇，可能也通过类似的机制，细菌挥发性有机化合物。

植物挥发物如携带柠檬酸和柠檬精油（图3）除了通过生物发光生物测定的丁醇和LINALOOL进行的植物挥发物（图3）进一步证实了植物挥发物的抗菌性质的证据。Citral和Linalool具有相似的结构并含有含氧不饱和烷基链，这对其抗菌性质可能是重要的。

此外，重要的是要注意，圣罗勒提取物以及测试的精油在与对照相比，光密度保持相对恒定的较低浓度下的生物发光有效。这是研究的新颖方面，因为它可以推导出在较低浓度下，测试的抗微生物化合物对光密度有限之前对频压感测具有效果。抑制法定感测具有初等论，因为它允许诸如毒力或抗生素抗性的行为，值得注意的是，在细菌细胞被杀死之前发生这种情况。

为了验证挥发性化合物的抑菌作用和验证我们的生物测定方法，我们测试了芳樟醇和丁香酚对致病性细菌的挥发性作用，c . violaceum．对群体感应的抑制色素细菌violaceum被观察到缺乏紫色色素沉着[27]。减少紫色色素c . violaceum通过Linalool和丁香酚（图3B）证实了我们的生物测定和这些挥发性化合物的有效性而不接触这些致病细菌。此外，在非致病菌菌株中证实了丁香酚和烯丙醇的抗菌效果大肠杆菌(DH5α)(图3 c)。该实验进一步证实了芳樟醇和丁香酚不仅在生物发光细菌上的广泛应用，而且在非生物发光细菌上也有广泛的应用大肠杆菌。这些结果表明这些植物挥发物对病原体的潜在益处大肠杆菌菌株。SEM成像V.Fischeri.经芳樟醇处理后，细菌细胞伸长，畸形，无法分裂(图5)，说明这些挥发物可能干扰了细菌细胞壁的结构和功能。在处理后也有少量的细菌细胞，这也会影响进行群体行为的能力。

这部小说V.Fischeri.生物发光法是一种高效、快速定量测定抗菌药物有效性的方法。传统的检测抗菌作用的方法不能确定细菌的通讯[23]。与估计抑菌带和细菌细胞计数相比，这种生物测定具有速度和易用性。使用这种创新的生物测定方法，可以筛选许多已知和未知的抗菌剂，以确定抑制群体感应的药物，从而抑制群体行为，如毒性，而不仅仅是限制细菌的生长。这可以扩展到帮助确定以植物为基础的天然健康产品的有效性。

本研究中使用的挥发性化合物和精油有效地有限有限的生物发光诉fischeri,这使得我们可以推断，如果用于治疗细菌感染，它们将能够抑制毒性和抗生素耐药性等群体行为。据我们所知，这是首次报道利用群体感应筛选抗菌挥发物。本研究建立的生物测定方法可以方便地筛选植物中大量的抗菌化合物。这些化合物有潜力用于对抗多药耐药菌株，作为传统抗生素的替代品，副作用最小。

结论

一种新的生物发光生物测定，其利用测量生物发光的减少V.Fischeri.是一种筛选抗菌植物及其化合物的有效工具。这种生物测定依赖于抑制V.Fischeri.因此，它的生物发光可以很容易地检测和量化。结果表明，罗勒及其挥发性成分丁香酚、芳樟醇具有抗菌活性。通过检测芳樟醇和丁香酚对致病菌的抑菌作用，证实了它们的抑菌作用。c . violaceum和大肠杆菌通过广泛接受的Kirby Bauer圆盘扩散试验，进一步证实了这种生物发光生物测定的有效性。因此，这种生物测定方法有助于发现基于植物的新型抗菌化合物，以减少耐药细菌的发生率和我们对具有有害副作用的抗生素的依赖。

确认

本研究由GoSling Foundation，Guelph，安大略省和加拿大自然科学和工程研究委员会资助。我们感谢Joseph Lam博士，圭尔夫大学提供细菌培养物。

相互竞争的利益

提交人声明他们没有竞争利益。

作者的贡献

DS、VB和PS参与了假设的发展和实验设计;DS和VB进行了大部分实验;DG协助解决实验过程中的故障，提供菌株，并参与手稿的起草;DS起草了初稿，所有作者已经阅读并批准了最终稿。

参考

1. Gallagher J（2014）抗生素抗性升高。BBC新闻网站。http://www.bbc.com/news/health-29553435．
2. Panasevich Cl（2004）作为耐药性需要的新抗生素仍然持续增长。国家的健康，34-37。
3. Rojas J, Ochoa V, Ocampo S, Muñoz J(2006)筛查哥伦比亚民间医学中使用的10种药用植物的抗菌活性:治疗非医院感染的一种可能选择。BMC补充Altern Med6: 2。(Crossref)
4. Alviano DS，Alviano CS（2009）植物提取物：寻找治疗微生物疾病的新替代品。当前医药生物技术10：106-121。
5. Fankam AG，Kuiate Jr，Kuete V（2015）抗菌和抗生素抗性改性艾伦博氏菌，麦克风和唐菖蒲的提取物的抗菌和曲曲氏菌免受包括多药物耐药表型的革兰阴性细菌。BMC补充Altern Med15: 206。(Crossref)
6. Kirst Ha（2013）通过天然产品研究开发新的抗菌剂。专家意见药物发现8: 479 - 493。(Crossref)
7. Laxminarayan R, Duse A, Wattal C, Zaidi AKM, Wertheim HFL, et al.(2013)抗生素耐药性——全球解决方案的需要。柳叶刀感染说13: 1057 - 1098。(Crossref)
8. 作为抗菌剂的植物产品。中国Microbiol牧师12: 564 - 582。(Crossref)
9. UMA Devi P（2001）印度神圣罗勒，IDimum Sanctum（Tulasi）的辐射防护，抗毒性和抗氧化特性。印度J Exp Biol39: 185 - 190。(Crossref)
10. Adonizio Al，Downum K，Bennett BC，Mathee K（2006）佛罗里达州南部药用植物的抗法程度传感活动。J Ethnopharmacol10：427-435。(Crossref)
11. 植物次生代谢产物的抗菌特性。Proc减轻Soc63: 621 - 629。(Crossref)
12. Guarrera PM, Savo V(2013)意大利当地和流行传统中野生和栽培食用植物的健康特性:综述。J Ethnopharmacol146: 659 - 680。(Crossref)
13. Ortega-Ramirez LA, Rodriguez-Garcia I, Leyva JM, Cruz-Valenzuela MR, Silva-Espinoza BA, et al.(2014)药用植物在食品工业中作为抗微生物和抗氧化剂的潜力:一种假设。J食品科学79: 129 - 137。(Crossref)
14. Whiteley M，Lee Km，Greenberg EP（1999）鉴定铜绿假单胞菌的Quorum感应控制的基因。美国国立科学院科学研究所96：13904-13909。(Crossref)
15. Spellberg B, Gilbert DN(2014)抗生素和耐药性的未来:对约翰·巴特利特领导职业生涯的致敬。中国感染说59：S71-S75。(Crossref)
16. 贝斯勒，罗西克(2006)细菌学研究。细胞125: 237 - 246。(Crossref)
17. Urbanczyk H，AST JC，Higgins MJ，Carson J，Dunlap PV（2007）重新分类Vibrio Fischeri，Vibrio Lograi，Salmonicida和Vibrio Wodanis作为Aliivibio。Int J Syst Evol Microbiol57：2823-2829。(Crossref)
18. Eberhard A，Burlingame Al，Eberhard C，Kenyon GL，Nealson Kh，等。（1981）光杆菌荧光素酶自动化剂的结构鉴定。生物化学20：2444-2449。
19. Stevens Am，Greenberg EP（1997）Quirio Fischeri的Quorum感应：激活发光基因的基本元素。J细菌179：557-562。(Crossref)
20. (5)细菌群体感应:细胞与细胞间的通讯。ANN Rev Cell Dev Biol21日:319 - 346。(Crossref)
21. 深啊，Chaudhary U，Gupta v（2011）法定感测和细菌致病性：从分子到疾病。J实验室医师3: 4。(Crossref)
22. Hastings J, Greenberg EP(1999)群体感应:对一个奇怪现象的解释揭示了细菌的一个共同特征。中国菌杂志杂志181: 2667 - 2668。(Crossref)
23. (2001)细菌的群体感应。为Microbiol55：165-199。(Crossref)
24. Boynton L（2009）使用生物发光细菌来检测水污染物。环境4：1-14。
25. Prabuseenivasan S, Jayakumar M, Ignacimuthu S(2006)几种植物精油的体外抑菌活性。BMC补充Altern Med6: 39。(Crossref)
26. 麦克莱恩kh，winson mk，鱼l，泰勒a，chhabra sr等。（1997）法定感测和紫杉杆菌：利用virtapein生产和抑制N-酰基骨晶内酯的抑制作用。微生物学143: 3703 - 3711。(Crossref)
27. (in chinese)[朱红，何传聪，褚qh(2011)木耳色素对紫色杆菌群体感应的抑制作用。]列托语:Microbiol52：269-274。(Crossref)
28. (2010)桂花精油的化学成分、抗真菌活性和抗黄曲霉毒素活性及其作为植物源抗菌药物的安全性评价。食品化学Toxicol48：539-543。(Crossref)
29. (2011)不同药用植物的植物化学提取及抗菌特性研究:土尔西、丁香、牛膝和印楝。J微生物学和抗菌学3：1-7。
30. Ali H, Dixit S(2012)黄酮的体外抑菌活性及其联合形式的协同作用。亚太热带疾病杂志2: S396-S398。
31. Kalia VC（2013）法定传感抑制剂：概述。Biotechnol Adv.31日:224 - 245。(Crossref)
32. Choudhury SS, Bashyam L, Manthapuram N, Bitla P, Kollipara P，等。J Ethnopharmacol154：148-155。(Crossref)
33. Rastogi S, Meena S, Bhattacharya A, Ghosh S, Shukla R, et al.(2014)圣罗勒和甜罗勒转录组的De novo测序和比较分析。BMC基因组学15：588。(Crossref)
34. Zheljazkov V, Cantrell C, Tekwani B, Khan S(2008)三种罗勒基因型精油的含量、组成和生物活性与收获的关系。农业食品化学杂志56：380-385。(Crossref)
35. (in chinese)桂花属植物挥发性成分的比较研究。应用科学杂志6：523-528。
36. Lis-Balchin M（1997）精油和“芳香疗法”：他们在治疗中的现代作用。j r soc健康117：324-329。(Crossref)
37. Heil M，Silva Bueno JC（2007）挥发物的植物内信号传导导致自然界间接植物防御的诱导和启动。美国国立科学院科学研究所104: 5467 - 5472。(Crossref)
38. Karban R（2008）植物行为和沟通。生态学通讯11: 727 - 739。
39. (1) 21世纪药用植物和芳香植物研究。药用植物1：E110。
40. 陈志强，陈志强，陈志强，等。(2011)根际细菌挥发物对群体感应的猝灭作用。环境微生物代表3: 698 - 704。(Crossref)